摘要：目的构建微流控器官芯片,并评估其在模拟骨关节炎进程中软骨下骨骨重塑的能力。方法基于微流控技术和细胞共培养技术设计芯片主体,MC3T3-E1细胞贴壁培养在细胞接种小室的内部,在细胞接种小室的底部以0.5 ml/min的流速灌流培养基。评价指标:(1)微流控器官芯片的评价:灌流生长培养基,采用模拟仿真实验测试不同时间点细胞接种小室内部和底部液体的浓度差和平衡时间;活死染色观察细胞在设定流速下连续培养3、7 d的生物相容性,分为3 d组和7 d组。(2)微流控器官芯片的促成骨作用:灌流成骨诱导培养基,通过碱性磷酸酶(ALP)染色和PCR比较细胞在静态和灌流条件下3、7 d的黑色ALP阳性细胞数量和成骨相关标志基因成骨特异性转录因子2(RUNX2)、Ⅰ型胶原(COL1A1)、骨形态发生蛋白-2(BMP-2)、骨钙素(OCN)的表达情况,分为静态未诱导组、静态诱导组和灌流诱导组。(3)三种成骨细胞亚型外泌体(EVs)的形态和大小表征及生物相容性:获取三种不同细胞亚型[内皮型成骨细胞(EnOB)-EVs、基质型成骨细胞(StOB)-EVs和矿化型成骨细胞(MinOB)-EVs],通过透射电镜和粒径分析获取形态和大小;灌流含有三种不同细胞亚型EVs的生长培养基,通过细胞增殖/凋亡检测实验比较添加不同EVs浓度(1、1.25、2.5、5μg/ml)24 h的生物相容性,分为EnOB-EVs组、StOB-EVs组、MinOB-EVs组。(4)三种成骨细胞亚型EVs的促成骨作用:灌流含有三种不同细胞亚型EVs的成骨诱导培养基3 d,通过ALP染色和PCR比较黑色ALP阳性细胞数量和成骨相关标志基因RUNX2、COL1A1、BMP-2、OCN的表达情况,分为无EVs组、EnOB-EVs组、StOB-EVs组和MinOB-EVs组。结果(1)微流控器官芯片的评价:模拟仿真结果显示,在持续灌流12 h后,上室最上层浓度达到下室浓度的95%以上,最下层为下室浓度的96.5%左右,上下室的浓度差达到平衡状态。活死染色结果表明,芯片在0.5 ml/min的流速下,生物相容性好,灌流3、7 d细胞存活率分别为(99.48±0.12)%、(97.07±1.05)%(P0.05);静态未诱导组COL1A1、BMP-2、OCN表达水平分别为1.00±0.03、1.00±0.13、1.00±0.09,静态诱导组分别为9.38±0.25、14.27±4.35、84.01±4.02,灌流诱导组分别为2.39±0.08、133.64±8.87、86.64±8.36(P<0.01)。3、7 d时静态未诱导组、静态诱导组和灌流诱导组相互比较,均为灌流诱导组的促成骨能力最强。(3)三种成骨细胞亚型EVs的形态和大小表征及生物相容性:透射电镜下EnOB-EVs、StOB-EVs、MinOB-EVs均为典型的茶托状形态。粒径分析结果显示,EnOB-EVs、StOB-EVs、MinOB-EVs的大小分别为(91.3±14.7)nm、(106.0±16.0)nm、(68.1±10.7)nm。细胞增殖/凋亡检测结果显示,EnOB-EVs、StOB-EVs、MinOB-EVs的最佳给药浓度均为1.25μg/ml。(4)微流控器官芯片对于三种EVs促成骨功能验证:ALP染色结果显示,无EVs组黑色ALP阳性细胞最少,添加EnOB-EVs组其次,StOB-EVs组再者,MinOB-EVs组最多。PCR结果显示,无EVs组RUNX2、COL1A1、BMP-2、OCN表达水平分别为1.00±0.01、1.00±0.03、1.00±0.02、1.00±0.02,EnOB-EVs组分别为1.95±0.11、6.78±2.04、7.99±0.57、6.93±3.83,StOB-EVs组分别为0.79±0.12、5.68±1.53、12.59±3.15、25.59±0.95,MinOB-EVs组分别为0.68±0.

摘要：目的构建双层含骨基质骨器官芯片并用于体外模拟成骨细胞和破骨细胞分化,为抗骨质疏松药物开发提供新平台。方法使用WorkSoild软件制作双层双通道骨器官芯片设计图,利用光刻技术制备浇注母版。以聚二甲基硅氧烷(PDMS)为原料,通过模具浇注制备芯片主体。以牛皮质骨片为间隔,分隔培养室4个通道进出口采用储液柱封闭。芯片验证实验分为成骨、破骨诱导组和成骨、破骨对照组,成骨、破骨诱导组将小鼠胚胎成骨细胞前体细胞MC3T3-E1和小鼠巨噬细胞RAW264.7分别接种于芯片上,成骨诱导14 d,破骨诱导7 d。成骨、破骨对照组为不进行诱导的MC3T3-E1细胞和RAW264.7细胞。观察指标包括:(1)芯片外观及密封性:芯片制备完成后拍照观察外观并通过密封实验观察密封性能。(2)生物相容性:MC3T3-E1细胞和RAW264.7细胞接种于芯片培养3 d及培养1、3、5 d后,分别采用钙黄绿素乙酰氧基甲酯/碘化丙啶(AM/PI)染色和细胞增殖及毒性检测试剂盒(CCK-8)实验观察细胞存活情况。(3)成骨分化情况:对成骨诱导组细胞进行碱性磷酸酶(ALP)染色、茜素红染色观察成骨细胞诱导情况。收集成骨诱导组和成骨对照组细胞RNA,qPCR检测成骨细胞标志基因Runt相关转录因子2(RUNX2)、骨钙素(OCN)、Ⅰ型胶原(COL1A1)表达情况,观察成骨细胞分化程度和成骨能力。(4)破骨分化情况:对破骨诱导组细胞进行抗酒石酸酸性磷酸酶(TRAP)染色观察破骨细胞分化情况。提取破骨诱导组和破骨对照组细胞RNA进行破骨分化基因qPCR,检测破骨细胞标志基因TRAP、组织蛋白酶K(CTSK)和树突状细胞特异性跨膜蛋白(DC-STAMP)表达水平。结果双层含骨基质骨器官芯片大小为3 cm×3 cm,整体透光,芯片系统结构对接紧凑,无渗液。钙黄绿素AM/PI染色结果显示,MC3T3-E1细胞和RAW264.7细胞培养3 d后,呈红色荧光死细胞极少。CCK-8实验结果显示,MC3T3-E1细胞和RAW264.7细胞培养5 d内,细胞活力均在90%以上,表明芯片生物相容性好,细胞可以正常存活并增殖。ALP染色和茜素红染色结果显示,成骨诱导14 d,成骨诱导组MC3T3-E1细胞成功分化为成骨细胞并产生钙化结节。qPCR结果显示,成骨诱导组MC3T3-E1细胞的RUNX2相对表达量为4.98±0.74,显著高于对照组的0.99±0.03(P<0.01);MC3T3-E1细胞的OCN相对表达量为7.98±0.76,显著高于对照组的1.00±0.06(P<0.01);MC3T3-E1细胞的COL1A1相对表达量为7.07±0.56,显著高于对照组的0.97±0.03(P<0.01)。TRAP染色结果显示,破骨诱导7 d,破骨诱导组RAW264.7细胞形成巨大的多核破骨细胞,破骨细胞表达大量TRAP蛋白。qPCR检测结果显示,破骨诱导组RAW264.7细胞的TRAP相对表达量为3.35±0.37,显著高于对照组的1.01±0.06(P<0.01);RAW264.7细胞的CTSK相对表达量为3.46±0.79,显著高于对照组的1.01±0.05(P<0.01);RAW264.7细胞的DC-STAMP相对表达量为1.92±0.12,显著高于对照组的0.98±0.08(P<0.01)。结论双层含骨基质骨器官芯片结构紧凑,可长期体外培养,生物相容性好,可进行成骨和破骨细胞分化诱导,有望为骨质疏松机制探究和药物筛选提供新的研究平台。

摘要：目的构建基于血管化机制的骨不连类器官芯片,并探讨无菌性骨不连发生机制。方法设计半开放微流控芯片,实现人骨髓间充质干细胞(bone marrow mesenchymal stromal cells,BMSC)、人胚肺成纤维细胞(human fetal lung fibroblast 1,HFL1)与人脐静脉内皮细胞(human umbilical vein endothelial cells,HUVEC)共培养,建立三维器官芯片体系。设置HFL1与HUVEC不同比例与BMSC共培养,分为对照组(HFL1∶HUVEC=1∶1)、纤维化组(HFL1∶HUVEC=3∶1)与血管化组(HFL1∶HUVEC=1∶3)。通过碱性磷酸酶(alkaline phosphatase,ALP)、茜素红(alizarin red)染色观察BMSC成骨分化情况,qPCR分析成骨标志基因SP7、RUNX2、ALPL、BGLAP及血管化相关基因KDR、VWF转录情况,Western blot检测成骨标志蛋白RUNX2和ALP表达水平。结果BMSC、HFL1和HUVEC共培养体系中BMSC正常生长且出现明显生物矿化行为,血管内皮细胞能够形成有序血管结构,证实体系构建成功。相较对照组,纤维化组BMSC成骨分化下降趋势不明显,矿化标志基因ALPL和BGLAP相对表达量为0.55±0.19、0.42±0.27,差异均有统计学意义(P<0.05);血管化组基因KDR和VWF下调,相对表达量为0.49±0.17、0.49±0.21,差异均有统计学意义(P<0.05)。相较对照组,血管化组BMSC成骨分化基因SP7、RUNX2、ALPL和BGLAP上调,相对表达量分别为2.91±0.52、3.83±1.87、3.22±1.29和5.21±1.46,差异均有统计学意义(P<0.05);血管化基因KDR、VWF上调,相对表达为8.24±2.84、5.32±1.67,差异均有统计学意义(P<0.05)。Western blot结果表明RUNX2、ALP在血管化组中表达增加,纤维化组中表达减少。结论骨不连类器官芯片能够部分模拟骨不连局部微环境,纤维化可能导致骨形成能力和血管化水平显著下降,是无菌性骨不连发生的潜在重要原因。